临床上相关的脑内出血（ICH）动物模型对于扩展我们对出血性中风的认识及检验新型治疗策略至关重要。本研究描述并评估了两种ICH模型，通过向小鼠基底节（尾状核）单侧注射自体全血或细菌胶原酶实现。
本视频旨在演示两种生成脑内出血的方法。在小鼠中，我们将介绍自体全血的双注射模型以及细菌胶原酶的单次注射模型。这两种模型在出血性中风研究中被广泛应用。
在展示手术前，我们首先说明自体全血双注射模型的操作流程。该示意图代表前囟点前方0.2毫米的冠状脑切面。侧脑室标记为LV，CPu（尾状壳核）是尾状核的一部分，G标识苍白球；尾状核和苍白球均属于基底节这一皮层下核团。
将26号哈密尔顿注射器定位在前囟点前方0.2毫米、外侧2毫米处。针头经颅骨钻孔插入，深入硬脑膜下3毫米。插入后，以每分钟2微升的速度，将先前从尾中央动脉采集的5微升自体全血注入脑实质。
随后将针头推进0.7毫米至目标深度3.7毫米。等待5分钟后，将25微升自体血注入尾状核。针头留置额外10分钟，再以每分钟1毫米的速度缓慢拔出。首次注射的凝血可防止沿针道回流。相比之下，胶原酶注射模型仅需单次脑室内注射0.075单位细菌胶原酶（溶解于0.5微升生理盐水），注射速率为每分钟2微升。
注射完成后10分钟缓慢拔出针头。细菌胶原酶破坏脑血管基底膜，导致自发性出血渗入周围脑组织。继发性或延迟性血肿周围脑水肿会加剧原发性脑损伤，造成更严重的神经功能缺损。
接下来描述脑内出血诱导装置。在小鼠实验中，我们使用小型动物立体定位仪，其包含U形金属框架和三维操纵臂。注射泵连接至水平操纵臂，并与电子控制单元相连。鼻杆、齿杆及双耳针可固定啮齿类动物头部。手术中，26号哈密尔顿注射器安装于注射泵针筒架上，该装置可精准控制自体血或细菌胶原酶的注射。
实验在8周龄CD-1小鼠中进行脑内出血诱导。术前需称量所有动物体重，以便根据体重调整麻醉剂浓度及后续治疗方案，可使用三梁动物天平完成。为实现全身麻醉，进行腹腔联合注射：氯胺酮100毫克/千克体重，赛拉嗪10毫克/千克体重。等待7-10分钟待麻醉生效后，剃除动物头皮毛发，并在双眼涂抹眼膏。随后将小鼠头部固定于立体定位架，侧向拉伸舌头确保气道通畅，上切齿卡入齿杆。轻柔推进耳针至双耳并固定，触及颅骨阻力后锁紧鼻杆。
固定动物后，用聚维酮碘消毒手术区域，随后用70%乙醇擦拭，重复此步骤三次。使用10号手术刀片沿中线切开1厘米长头皮切口，再用棉签清除覆盖颅骨的软组织。为暴露前囟点，将哈密尔顿注射器装至注射泵，针尖斜面朝向中线置于前囟点上方，随后移至前囟点前方0.2毫米、右侧外侧2毫米处。在此坐标用1毫米钻头制作颅骨钻孔。
自体血采集自尾中央动脉：悬吊动物尾巴，用70%乙醇消毒尾下部，穿刺尾动脉后用毛细管收集血液，迅速转移至26号哈密尔顿注射器。重新安装含30微升以上动脉血的注射器至注射泵。针头经钻孔插入，直至斜面尖端不可见，从此点腹向推进3毫米，以每分钟2微升速度注入5微升自体血至脑内。首次注射完成后，针头再深入0.7毫米，等待5分钟后向右侧尾状核注入25微升血液。
实施胶原酶脑内出血模型时，用0.075单位细菌胶原酶溶解于0.5微升生理盐水填充哈密尔顿注射器，避免产生气泡。随后以每分钟2微升速度将指定剂量胶原酶直接注入右侧尾状核。注射后针头留置10分钟以防回流，10分钟后以每分钟1毫米速度缓慢拔出，用骨蜡封闭钻孔并缝合皮肤。最后皮下注射0.05毫克/千克丁丙诺啡，并预热术后补液。
术后所有动物在观察下恢复，使用自调节加热垫维持生理体温。自体血右侧注射后，小鼠麻醉苏醒即出现向损伤半球同侧横向转圈行为；胶原酶注射亦呈现此行为，但因血肿渐进性扩大而延迟出现。半球尾状核出血的啮齿类动物相比健康个体表现出感觉运动功能障碍，可通过多种行为评估检测。转角测试是研究啮齿类脑内出血的常用预临床方法：小鼠进入由两块有机玻璃组成的30度转角，健康动物随机向两侧转身退出，而出血小鼠倾向于转向损伤侧，仅记录需沿墙壁完全直立转身的动作。
另一项行为评估为前肢放置测试（又称Rassi诱发前肢放置测试）：小鼠沿稳固边缘移动，使胡须接触表面。健康或假手术动物（如图示）会将前肢置于表面，而右侧出血小鼠在对侧前肢放置功能受损。10次试验中记录成功爪垫放置次数。图A和B展示前述行为测试结果：图A显示术后24及72小时转角测试，自体血或胶原酶右侧注射小鼠相比假手术组显著增加右转次数；图B显示前肢放置测试，脑内出血动物对侧左肢放置次数显著减少。与假手术组相比，给定剂量下血肿模型与胶原酶模型无显著差异。
实验性脑内出血后的脑水肿程度通过干湿重法测量。结果显示术后24及72小时，同侧皮层和基底节脑含水量显著升高。组织学方法可确定脑出血的大小、位置及范围：图A展示自体血注射24小时后的小鼠1毫米厚冠状脑切面；图B展示胶原酶注射24小时后的苏木精-伊红染色10微米厚冠状脑切面。
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