摘要
测序技术的进步已彻底改变了人类微生物组研究，但大多数分析仍依赖于物种水平的概况。然而，菌株而非物种才是微生物组真正的生态和功能单位。不同菌株在基因含量、代谢能力、毒力因子、抗菌素耐药性和宿主互作特性方面可能存在显著差异。这些差异对免疫反应、上皮屏障完整性、疾病易感性和治疗效果产生关键影响。本文综述了提供强有力菌株水平证据的近期人类微生物组研究，重点关注三个主要主题：(i)个性化菌株库的形成和长期持续性，(ii)驱动宿主病理的菌株特异性致病共生菌特征，以及(iii)菌株水平生态对下一代微生物组治疗开发的影响。我们还强调了关键的方法学创新，包括高分辨率扩增子分析、先进的宏基因组学和单细胞基因组学，以及基于培养的功能性方法，这些方法共同实现了菌株水平的解析，正在重塑这一研究领域。
关键词：人类微生物组；菌株多样性；个性化；致病共生菌
1. 引言
在过去的十年中，测序技术、数据信息学和人群规模队列分析的进步从根本上改变了我们对人类微生物组的理解[1,2]。研究重点已从早期专注于分类组成的16S rRNA扩增子测序，转向揭示微生物群落功能潜力的鸟枪法宏基因组学。这一进展已扩展到整合多组学方法以捕捉实际的微生物活动，而最近，这些方法正朝着宿主与特定微生物菌株之间精确的机制性互作方向发展。这些技术揭示，用于表征微生物群落的传统分类单位（从物种到门）仅能捕获潜在生物复杂性的一小部分。越来越多的证据表明，对宿主生理、免疫调节和疾病易感性最具功能影响的变异发生在物种内部，即遗传上不同的微生物菌株水平上[3,4]。
微生物种群通过突变、同源重组、水平基因转移以及可移动遗传元件的更替而发生分化，形成在代谢能力、环境耐受性、毒力潜力和宿主互作特征方面各不相同的谱系[5]。在本综述中，我们将"菌株"定义为包括培养分离物("分类学菌株")和通过宏基因组分析确定的遗传上连贯的原位种群("自然菌株")。重要的是，不同菌株在生态行为和功能后果方面可能存在显著差异，这些差异往往超过物种间观察到的变异，然而在常规的物种水平微生物组分析中，这些谱系水平的差异大多被掩盖。Prevotella copri复合体的一个标志性例子说明了隐藏的种内结构[6]。尽管在基于16S的分析中P. copri通常表现为单一物种，但对6500多个人类肠道宏基因组的分析揭示了四个深度分化的类群，类群间的核苷酸差异超过10%，相当于物种边界。这些类群通过分离株基因组得到了验证，它们在碳水化合物活性酶库方面存在显著差异，表明在名义上的单一物种内部存在生态位分化。
在本综述中，我们整合了提供强有力菌株水平证据的近期人类微生物组研究。首先，我们考察了产生和维持个性化菌株库的生态和进化力量。然后重点阐述了致病性或促炎性特征如何映射到特定菌株而非整个物种，强调了主要分类群中由菌株定义的致病共生菌。接下来，我们讨论了菌株生态如何影响微生物组治疗，包括粪菌移植、定义明确的微生物群落和噬菌体治疗。最后，我们概述了实现菌株水平解析的关键方法学进展，这些进展正在推动微生物组研究。
2. 个人微生物组变异
菌株水平微生物组组织的一个核心特征是，个体拥有高度个性化的微生物谱系集合[7]。理解这些个性化菌株库如何产生、持续和变化，对于解读菌株生态的所有下游方面至关重要，从致病谱系的出现到治疗定植可预测性[8]。个体变异反映了菌株在个体内维持、在密切接触者之间交换以及在社会网络中传播的生态动态[9]。
2.1 个性化菌株库的稳定性：持久但非一成不变
Faith等人[7]使用LEA-Seq跟踪寡型变体，并将持久性定义为在多年收集的纵向样本中反复检测到相同序列变体，即使检测是间歇性的。结果显示，60-70%在某一时间点检测到的菌株持续存在多年。持久性具有强烈分层性，高丰度谱系更一致地被检测到，而低丰度菌株则更具瞬时性。培养分离株的基因组测序进一步证明，同源菌株很少出现在无关个体中，但在家庭成员中更为丰富。当然，低丰度菌株的未检测可能归因于湿实验和干实验方法学中的检测限制。然而，重要的是，这些菌株库并非一成不变。宿主代谢状态的持续变化、疾病、抗生素暴露或与他人的长期共同居住都可能显著重塑菌株组成。
2.2 个人菌株的起源：垂直传播
个人微生物组的早期形成以及家庭内共享的菌株已在更深层次上得到详细阐述。Ferretti等人[10]在25对经阴道分娩的母亲-婴儿对中，使用鸟枪法宏基因组学和菌株水平追踪，同时取样多个母体身体部位（肠道、阴道、口腔、皮肤和母乳）以及婴儿的肠道和口腔微生物组，时间跨度为出生后前四个月。菌株水平分析显示，与无关对相比，相同菌株在母亲-婴儿对中显著富集，且母体肠道是那些在早期婴儿期采样期间持续存在的谱系的主要供体。最近的研究进一步表明，父体微生物组也对早期菌株获取有所贡献。Dubois等人[11]报告了父亲与婴儿之间可检测的菌株共享，与父系传播一致，并表明父系定植可以补充母系传播途径，突显出早期微生物组组装反映了更广泛的家居微生物交换，而不仅仅是母系遗传。因此，垂直传播为个性化菌株库提供了初始框架。
2.3 更新个人微生物组：家居和社会传播
个人菌株库在一生中还通过水平传播进一步重塑。Valles-Colomer等人将个人微生物组的理解扩展到全球范围内、种群规模的菌株水平传播网络视图[9]。通过整合来自20个国家31个队列的近一万份肠道和口腔宏基因组，他们系统地量化了特定菌株在具有不同类型关系的个体之间（母亲-儿童、同居者、双胞胎、社区成员、无关个体）共享的频率。他们表明，个体之间的菌株共享很常见，菌株相似性的模式由社会关系结构化，与微生物传播和/或共享环境暴露一致。该研究通过比较多个队列和地理区域的相关和无关个体，同时应用菌株解析的基因组标记，解决了潜在的混杂因素。该研究还表明，菌株共享在婴儿期后持续存在，并进一步受到家庭内部水平传播的影响。同居成年人比来自同一人群的非同居个体共享更多肠道菌株，尤其是口腔菌株。此外，童年时期共同生活的双胞胎在数十年后仍保留重叠菌株，而早期分离的双胞胎则显示出降低的菌株相似性。随着社会和地理距离的增加，菌株重叠逐渐减少，表明个人菌株库在社会结构上是深层次的。
2.4 种群结构和人类社会微生物组
几项研究表明，人类肠道微生物组具有显著的种内种群结构。Eubacterium rectale是一种主要的人类肠道丁酸产生菌，显示出明显的全球种群结构，具有四个地理分层的亚种，支持一种与宿主种群共同分散的人类特异性谱系[12]。种内种群结构和局部适应产生不同的生态和功能特征，从而为个人肠道微生物组增添了另一个超出物种水平的个体性层次。同时，"社会微生物组"概念为如何在单个宿主之外组装和维持菌株水平微生物组提供了更广阔的视角。Sarkar等人[13]分析表明，宿主可能对在其社会群体中循环的共享、熟悉的微生物组在免疫学上适应，这可能会减少对这些分类群的免疫反应。另一方面，高度相似性也意味着一旦病原体（或致病共生菌的毒力菌株）设法绕过定植抗性并在一个宿主体内建立，它更有可能在该网络中迅速传播，因为许多个体为该病原体提供了相似的生态位。因此，微生物组组成的社交趋同具有双重作用，既支持相互适应，又在定植抗性被破坏时增加网络范围爆发的风险。
总的来说，种群微生物组由早期生活中的垂直播种以及家庭和社区层面的互动结构化。个体人类宿主接受的菌株库会通过社交接触、环境暴露和医疗干预不断更新。个体内菌株的持续存在和更替也受到生态机制的影响，包括生态位划分、早期定植期间的优先效应、社区成员之间的代谢交叉喂养以及密切相关谱系之间的竞争排除。这种稳定与交换之间的动态平衡可能有助于解释为什么微生物组相关特征，如疾病易感性、疫苗反应性和药物代谢，可以沿着家庭、社会和地理线路形成模式（图1）。
3. 致病共生菌
致病共生菌通常作为共生体或机会主义者存在于微生物组中，但在特定的生态或宿主条件下具有能驱动疾病的谱系特异性遗传和功能特征（图2）。在本综述中，我们采用广泛接受的致病共生菌定义："一种共生体，只有当宿主的特定基因或环境条件发生改变时，才能促进病理[14]"。重要的是，致病共生菌概念本质上是菌株依赖性的，因为毒力相关特征通常在同一种物种内的不同菌株之间分布不均。这些"致病共生菌"突显出疾病风险很少是整个物种的属性，而是集中在进化谱系中。下面，我们回顾了代表性例子，说明菌株特异性毒力因子、代谢能力和生态策略如何重塑宿主健康。
特定的大肠杆菌菌株携带一个约50 kb的pks毒力岛，编码大肠杆菌素。这种基因毒性代谢物烷基化DNA中的腺嘌呤，引起双链断裂和链间交联[15,16]。长期肠道定植pks+大肠杆菌对肿瘤发生有因果贡献[17]。pks+大肠杆菌菌株在约20%的健康个体和高达60%的家族性息肉病或结直肠癌患者中被检测到[18]。有趣的是，传统益生菌大肠杆菌Nissle 1917也是一种产生大肠杆菌素的菌株[19]。大规模宏基因组分析进一步表明，大肠杆菌在人类肠道中表现出广泛的菌株水平基因组多样性，不同个体的菌株平均仅共享约80%的基因库，并形成多个系统发育不同的类群[20]。这种双重性进一步说明了为什么风险和功能是菌株水平的属性，这一概念对理性设计治疗至关重要。
产肠毒素的脆弱拟杆菌（ETBF）通过菌株特异性的脆弱拟杆菌毒素（BFT），即脆弱拟杆菌蛋白酶活性促进结肠肿瘤发生。脆弱拟杆菌蛋白酶是一种锌依赖性金属蛋白酶，可切割E-钙粘蛋白，破坏上皮细胞-细胞连接。BFT暴露诱导强烈的上皮STAT3激活和Th17免疫反应，伴随上皮NF-κB信号传导[21]。这驱动CXCL趋化因子产生，将CXCR2+未成熟髓样细胞（多形核髓源性抑制细胞，PMN-MDSCs）招募到远端结肠，从而促进肿瘤生长[22]。
瘤胃球菌（Ruminococcus gnavus）是一种常见的肠道共生菌，但在克罗恩病患者中富集。Henke等人[23]表明，许多菌株产生一种定义的细胞壁多糖，葡糖鼠李糖，能强烈诱导TLR4依赖性TNF-α反应，从而为肠道炎症提供了合理的分子联系。该小组后续研究表明，R. gnavus菌株分为有荚膜和无荚膜类型，多糖荚膜可以物理屏蔽葡糖鼠李糖和其他炎性细胞壁成分，产生更耐受的宿主反应[24]。Nishijima等人报告的大规模分析进一步表明，某些疾病-微生物关联可能受粪便微生物负荷差异的影响，表明在未考虑绝对微生物丰度时，应谨慎解释特定分类群的富集[25]。
肺炎克雷伯菌的菌株水平研究显示，致病共生菌特征来自特定谱系而非整个物种。在非酒精性脂肪肝病（NAFLD）中，只有一部分高产酒精的肺炎克雷伯菌菌株能将膳食碳水化合物发酵成足够多的内源性乙醇，以在小鼠中诱导脂肪变性、氧化应激和炎症性肝损伤[26]。相比之下，在可比条件下，低或中等酒精产量的同种菌株不显示此表型。互补地，对口腔来源的克雷伯菌菌株的研究表明，只有特定谱系能在肠道异位定植并驱动强烈的Th1偏向性黏膜免疫反应，在遗传或微生物学易感宿主中诱发结肠炎[27]。Th1驱动能力比物种水平的存在或丰度更精确地定义了疾病风险。
对多种粪肠球菌分离株的比较基因组学揭示了清晰的种群结构，其中一种医院适应性、多药耐药谱系（clade A1）从动物和社区相关祖先（clade A2）中出现，与主要共生的人类肠道谱系（clade B）不同[28,29]。Clades A和B可能反映了与人类和动物宿主生态位分化相关的古老生态分裂[29]。相比之下，clade A1的分化是一个更近期的事件，与抗生素密集使用的开始相吻合。医院适应性clade A1菌株的特征是基因组扩大，富含可移动遗传元件、碳水化合物运输和代谢功能以及多个获得性耐药决定因素，以及促进快速适应的高突变率。同时，医院适应性谱系部署了扩大的定植和毒力因子武器库，包括特殊的PTS碳水化合物摄取系统、粘附素和表面多糖，支持肠道定植、生物膜形成和在血液中的存活[30]。这些毒力程序创造了一种高度弹性的机会主义者，能够在医院环境中持续存在，抵抗抗菌攻击，并利用受损宿主。
在这些例子中，一个一致的原则浮现：毒力因子、促炎代谢物和多药耐药决定因素编码在特定谱系中，而非整个物种内。因此，流行病学和临床的"风险单位"是菌株，而不是物种。认识这一区别对于准确诊断、感染控制、风险分层以及针对性微生物组治疗的理性设计至关重要。
4. 治疗意义
微生物组治疗越来越依赖于对菌株水平生态的准确理解。粪菌移植（FMT）后的定植、定义明确的微生物群落的疗效，以及下一代益生菌的表现，都取决于所涉及的特定菌株谱系，而非物种身份。菌株水平的差异决定了哪些谱系能够定植新宿主、与驻留微生物组竞争、产生关键代谢物或提供对病原体的保护。下面，我们重点介绍菌株解析分析如何重塑FMT定植、理性设计群落以及下一代益生菌和噬菌体治疗开发中的核心治疗概念。
4.1 FMT和菌株水平决定因素
近年来，FMT的临床兴趣激增，推动其应用超越了复发性艰难梭菌感染（rCDI）的治疗，扩展到多种治疗适应症。FMT是一种代表性的微生物组治疗方法，其中进行了周密的菌株水平分析。在一项针对rCDI的FMT研究中，Smillie等人[8]使用鸟枪法宏基因组学和菌株追踪模型StrainFinder分析了供体和受体的微生物谱系。他们观察到物种内定植的明显"全有或全无"模式。仅部分供体菌株定植的情况相对罕见。作者发现该模式在多个rCDI临床试验队列中可重现，甚至在一项针对代谢综合征的FMT研究中也是如此。因此，该研究强调，在选择菌株之前，必须确定哪些物种能够在特定宿主中稳健定植。
另一项关于FMT定植的研究更加强调菌株特异性[31]。使用来自7位供体和13位受体的分离株，作者培养了跨越207个物种的1008个菌株，测序了它们的全基因组，并定义了菌株特异性序列标记，以追踪鸟枪法粪便宏基因组中个体谱系在FMT前后的命运。他们发现，在成功FMT后，约71%的供体菌株稳定定植，可在长达五年内检测到。相比之下，约80%的受体原有菌株被消除，约10%的生态位被来自环境或其他来源的菌株填充。通过总结为一个单一指标，供体菌株定植比例（PEDS），他们证明仅8周的PEDS值就能可靠地区分FMT成功与临床复发（精确度100%，召回率95%）。特定分类群，尤其是拟杆菌属，一致地在受体中成为高定植候选者。这项研究表明，单次FMT可以诱导肠道微生物组的近乎永久性、菌株水平的重组，为设计基于具有已证实长期定植能力的可培养菌株的定义活体生物治疗产品（LBPs）提供了理性基础。
Podlesny等人[32]对五个适应症的14项FMT试验进行了荟萃分析，使用宏基因组菌株分析（SameStr）量化供体、受体和生态因素如何塑造FMT后的菌株定植。他们表明，当受体高度失调且多样性低，以及当方案包括广谱抗生素、肠道灌洗和重复FMT时，供体衍生菌株优先定植；而高受体α多样性以及更完整的微生物组有利于驻留菌株的持续存在。在分析的FMT数据集中，同一物种内供体和受体谱系的同种共存很少见。这些观察表明，在FMT条件下，供体-受体菌株替换期间经常发生竞争排斥，尽管排除与共存之间的平衡可能因物种、生态位和宿主背景而异。并且定植概率系统地因细菌生活方式而异（例如，严格厌氧的肠道共生菌比口腔、耐氧或产孢菌定植得更好得多）。基于此，作者主张对"广泛生态系统恢复"FMT策略（在严重预处理的受体中刻意最大化供体定植，如rCDI）和"精准、菌株靶向"方法（用于复杂疾病）进行概念区分。总体而言，这些研究表明，FMT供体和受体选择及管理应在菌株水平上考虑。
4.2 定义明确的微生物群落
定义明确的微生物群落可以在纳入功能关键菌株时重现治疗效果。一个包含β-内酰胺酶产生拟杆菌和副拟杆菌菌株、梭菌bolteae和布劳特氏菌BPSCSK的群落，共同预防了万古霉素耐药肠球菌（VRE）的扩张，并将VRE去定植至与粪菌移植相当的水平[33]。在该群落中，布劳特氏菌BPSCSK菌株被发现拥有一个独特的基因操纵子，编码类似乳酸链球菌素的羊毛硫抗生素，被确定为直接杀死VRE的主要因素。该研究进一步证明，在体内小鼠模型中，当BPSCSK菌株被替换为缺乏羊毛硫抗生素的布劳特氏菌菌株或分泌乳酸链球菌素的乳酸乳球菌时，微生物群落的VRE抑制功效消失[34]。这些研究表明，治疗功能并非在物种内均匀分布；物种内的单个菌株可以成为治疗功效的关键决定因素。因此，菌株水平功能分析对于理性群落工程不可或缺。
4.3 下一代益生菌中的菌株异质性
嗜黏蛋白阿克曼菌（Akkermansia muciniphila）是一种降解黏蛋白、定植于黏液的肠道细菌，已成为连接肠道屏障与宿主代谢和免疫稳态的关键下一代益生菌[35]。A. muciniphila代表一个开放泛基因组物种，包含几个系统群（AmI–AmIV）和候选亚种（Amuc1–Amuc4，AmucU）[36,37]。单个A. muciniphila菌株在关键功能特征上存在差异，包括黏蛋白和人乳寡糖利用、维生素B12生物合成能力和短链脂肪酸产生谱[38,39,40,41]。因此，由不同A. muciniphila菌株定植可以引发对肠道屏障完整性、低度炎症和宿主代谢表型的不同影响，表明" A. muciniphila "物种掩盖了宿主反应中相当大的菌株水平异质性[35,42,43]。这种明显功能差异在其他正在开发为下一代益生菌的关键共生菌中同样被观察到，如主要丁酸产生菌，粪副梭菌（Faecalibacterium prausnitzii）。F. prausnitzii是人类肠道中的一种丁酸产生细菌。通过为结肠上皮细胞提供重要能量源并调节宿主信号通路（如NF-κB抑制、PPARγ激活和IFN-γ抑制），它被广泛认为对预防结直肠癌和炎症性肠病（IBD）具有保护作用[44,45,46,47]。在平均核苷酸同一性（ANI）值高于97%的系统群内，尚未一致证明存在显著差异[48,49]。然而，新兴的多组学数据表明，芳香族氨基酸衍生代谢物、短链脂肪酸谱以及与宿主代谢组特征的关联在菌株和系统群之间存在差异，表明F. prausnitzii包含具有不同宿主互作特征的功能不同的亚型[50,51]。此外，许多队列研究报道，在IBD（克罗恩病和溃疡性结肠炎）患者、结直肠癌患者、选定亚型的肠易激综合征患者以及肥胖和2型糖尿病等代谢障碍患者中，F. prausnitzii总丰度降低和系统型/系统群丰富度下降。根据疾病实体和炎症解剖位置，最耗竭的系统群模式各不相同[52,53]。例如，系统群I的耗竭成为多种肠道疾病中的共同标志。相比之下，系统群II的更明显减少特别与累及回肠的克罗恩病以及回肠切除术史相关[51,53,54]。总之，这些例子突显出下一代益生菌开发需要菌株水平而非物种水平的推断，因为种内多样性从根本上改变治疗潜力。
4.4 噬菌体治疗中的菌株问题
针对微生物组调节的噬菌体治疗从根本上受到菌株水平特异性的约束和促进（表1）。最近以肠道为重点的资源，包括大型分离株集合和专用噬菌体生物库，系统地绘制了许多细菌菌株的感染矩阵，为选择或设计有效噬菌体混合物提供了实证基础[55,56,57]。这些研究一致表明，即使在同一细菌物种内，易感性在不同菌株之间也可能显著变化，这表明菌株水平匹配和混合物设计可以提高目标覆盖率和疗效[58,59,60]。此外，相变胶囊和其他表面特征可以在许可和抗性状态之间转换，使噬菌体对目标细菌的有效杀菌作用复杂化[59,60]。对这些动态的机制见解正在为下一代策略提供信息，包括工程噬菌体平台，如噬菌体递送的CRISPR系统[61,62]。与传统野生型噬菌体混合物相比，基因工程噬菌体混合物显示出改进的治疗潜力，尽管研究和临床转化仍处于早期阶段。另一个考虑因素是，即使是高度特异的噬菌体也可以通过细菌之间的直接和/或间接互作破坏细菌群落，这突显出需要评估靶向功效和微生物组下游生态后果[63]。总之，噬菌体治疗正在被研究以满足综合要求，包括菌株覆盖率、杀菌功效、稳定性和对微生物组的影响（图3）。
5. 方法学景观
菌株解析微生物组分析通过测序技术、计算框架和基于培养的基因组学的汇聚而出现。从概念上讲，没有单一方法能提供菌株多样性完整视图。相反，每个平台捕获菌株相关变异的不同方面，具有不同的优势和盲点，当结合使用时更为强大（表2）。
5.1 高分辨率扩增子测序
高分辨率扩增子方法通过明确建模测序错误和亚OTU结构扩展了经典16S rRNA分析。最小熵分解（MED）和基于错误模型的去噪流程（如DADA2、Deblur和UNOISE3）在单核苷酸分辨率上折叠嘈杂读段[64,65,66,67]。这些方法揭示了在传统97%身份的16S扩增子OTU截止点下不可见的种内多样性。它们有利于追踪主要谱系的纵向变化，以及在大型队列中识别菌株样变体与宿主表型之间的精细关联。
5.2 鸟枪法宏基因组学
鸟枪法宏基因组方法提供了更丰富的基因组信息，并支持几种互补的菌株水平推断模式。Marker-based框架（如MetaPhlAn和StrainPhlAn）重构样本特异性克隆特异性标记的一致序列，然后推断跨样本主导菌株之间的系统发育关系[68,70]。PanPhlAn等泛基因组工具则对每个物种的数千个基因家族的存在或缺失进行建模，产生菌株水平基因库[20]。SNV-based去卷积方法，包括ConStrains、StrainFinder、StrainGE、inStrain及相关框架，利用保守基因或整个基因组中的单核苷酸多态性模式推断样本内多个同种单倍型及其相对丰度[69,71]。这些方法可以解开菌株混合物，追踪克隆替换，并量化传播和持久性，即使菌株以低覆盖度存在。然而，鸟枪测序原始序列的不准确性和不完整性仍然是一个问题。
5.3 单菌株基因组学
最近，单菌株基因组学开始弥合种群水平MAGs与真实单菌株基因组之间的差距。基于微流体的平台（如Microbe-seq）将单个细菌细胞封装在液滴中，用于裂解和全基因组扩增（WGA），从单个粪便样本生成数千个单扩增基因组（SAGs）[73]。来自口腔和肠道微生物组的大型SAG目录揭示了广泛的菌株水平多样性，并在鸟枪法MAG集合中发现了先前未代表的分类群[74]。SMAGLinker等混合框架同时利用单细胞数据的特异性和宏基因组的连续性[75]。这些单菌株基因组提供了强大的无需培养的途径，但技术要求高，仍受WGA偏差和不完整性影响。
5.4 基于培养的基因组学
基于培养的基因组学提供高质量和完整的基因组。然而，一个关键挑战在于高效获取数百至数千个分离株以覆盖人类微生物组的广泛多样性。高通量分离和鉴定策略"培养组学"（culturomics）系统地探索各种培养基、大气条件和物理处理，以回收数千个肠道分离株，然后可通过MALDI-TOF质谱或测序进行鉴定，并进行全基因组分析[76]。基于分离株的基因组学提供最高置信度，每个菌株都可进行功能检测，包括高通量表型分析、代谢组学、转座子突变和无菌定植实验。
6. 结论
来自纵向、家族和种群规模研究的证据表明，人类微生物组在不同微生物菌株水平上组织，这些菌株形成个性化但社会共享的菌株库，由垂直传播、共同居住和生态过滤塑造。这些个性化菌株库为特定微生物谱系作为有益共生体或在宿主或环境条件下驱动疾病的致病共生菌发挥功能提供了生态背景。在多个领域——包括致病共生菌生物学、粪菌移植（FMT）、微生物群落和新兴的下一代益生菌——菌株解析分析一致表明，疾病风险、可传播性和治疗功效来自特定微生物谱系，而非广泛的物种水平分类。这些发现突显了菌株水平解析对于理解微生物组生态以及设计有效诊断和干预措施的重要性。方法学进展，包括高分辨率宏基因组学、微多样性计算工具和大规模基于培养的微生物组资源，正越来越使种群规模的菌株水平研究可行。将这些方法与纵向取样和实验验证相结合，对于将菌株变异与功能和临床结果联系起来至关重要。
展望未来，该领域的关键优先事项将是系统整合菌株解析多组学与基于培养的实验和精心策划的微生物分离株集合。此类努力将能够开发精准微生物组诊断、致病共生菌谱系的监测框架以及理性设计的活体生物治疗产品。
尽管本综述主要关注细菌菌株，但在微生物组的其他组成部分中也越来越认识到菌株水平变异，包括真菌菌株、古菌谱系和病毒变体，其中种内多样性同样影响生态行为和宿主互作（图4）。
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